Beiträge von Clavaria

    Hallo Benjamin


    Deine Meldungen aus der Florapp werden jeweils dienstags in den Verbreitungsatlas übernommen. Aber nicht jede Woche, es muss gerade jemand Zeit dafür haben.

    Die Daten werden nur sehr grob geprüft, wenn überhaupt. Bei der WSL arbeiten nur etwa fünf Mykologen, wie sollen die neben ihrer anderen Arbeit noch zehntausende von Meldungen überprüfen...

    Vor allem hätten sie dann wieder das gleiche Problem wie hier im Forum: Wenn man den Pilz nicht selber in der Hand hat, kann man eine Bestimmung nicht wirklich seriös überprüfen.

    Die Fundmeldungen basieren also auf dem Vertrauen, dass man keinen Unsinn meldet. Unsichere Bestimmungen lieber nicht melden oder erst in einem der Foren fragen ;)

    Wenn man wirklich mal was falsch gemeldet hat (das passiert jedem), kann man auch ein Mail an die WSL schreiben und es wird korrigiert.


    Trotz allem sind in diesem Verbreitungsatlas jede Menge Fehler, wie in jedem anderen derartigen "öffentlichen" Projekt auch:

    - Viele Pilzler arbeiten mit "einfacher" oder veralteter Literatur, ist ja im Grundsatz nicht schlimm für den Eigenbedarf, aber führt halt zu ungenauen Meldungen

    - "Uninteressante", "unbeliebte" und schwierige Pilzgruppen sind hoffnungslos unter- und fehlkartiert (Risspilze, Fälblinge, Trichterlinge, kleine Ascomyceten, Brandpilze etc.)

    - Regional gibt es riesige Unterschiede, im Oberwallis kartiere ich im Moment fast alleine


    Also, wie du schon schreibst, mitmachen ist wichtig, und Fehler machen wir alle.


    Das Wichtigste überhaupt: Persönliche Vernetzung. Das Forum hier ist gut, das eu-Forum auch, und ein Schweizer Pilzforum ist auch in Planung.

    Von den vielen Facebook-Gruppen etc. ganz zu schweigen, wobei ich da einen grossen Bogen drum mache.

    Aber die Vereine und Anlässe, wo man andere Pilzler kennenlernt und gemeinsam bestimmt, sind viel wichtiger. Da lernt man in der gleichen Zeit viel mehr als im Internet und obendrein macht es mehr Spass.


    Viele Grüsse

    Raphael

    Hallo Benjamin



    Da mache ich auch mit, die Arbeit macht Spass (vorausgesetzt es gibt Pilze). Man muss auch kein Vollprofi sein, was man nicht bestimmen kann wird dann im Winter sequenziert. Zudem gibt es ein separates Forum wo einem geholfen wird. Die Erfassung der Funde läuft per App. Man kann sogar Sporenfallen aufstellen und einsenden, in der WSL haben sie die Möglichkeit all die gesammelten Sporen auf einmal genetisch zu bestimmen.

    Dabei zeigt sich dann eben, dass gewisse "seltene" Arten wie diese Spatelinge regional sehr häufig sind. In den montanen Fichtenwäldern hier ist das oft ein Massenpilz, den man theoretisch sogar essen könnte.


    Ich kann eine Mitarbeit also nur empfehlen :)


    Nebenbei, ich muss sozusagen "von Amtes wegen" fragen: Bist du in einem Pilzverein in der Schweiz? Falls nein, wäre das dringend nötig so interessiert wie du bist.


    Viele Grüsse

    Raphael

    Hallo Raphael

    Sehr schön dokumentiert. Vielen dank für deine Mühe.

    Mein erster Conocybe jetzt mal mit Artenname 😀 Da lag ich mit meiner Vermutung etwas daneben.

    Gute Zeit und hoffentlich bis bald mal.

    BG Andy

    Hallo Andy


    Du lagst wirklich nur knapp daneben. C. tenera ist sehr ähnlich, hat aber einen ganz anderen Standort. Hättest du den Fund in einer nicht überdüngten Wiese gemacht, wäre das mein Favorit. Aber auf Blumenerde passt das gar nicht, während es typisch für C. aurea ist (ebenso mein Foto aus dem Garten letztes Jahr).

    Mikroskopisch sind sie praktisch identisch. Selbst Hausknecht geht darauf in seiner Monographie ein. C. tenera ist auch viel seltener als angekommen, viele Bilder in der Literatur sind Fehlbestimmungen.


    Lg, Raphael

    Hallo zusammen


    Heute fand ich voller Freude die zweite Conocybe in meinem Briefkasten.

    Ein paar Mikrobilder:


    Sporen regelmässig elliptisch, nur schwach einseitig abgeplattet, mit grossem Keimporus.


    Die Cheilozystiden typisch für die Gattung (lecythiform), meistens sind die wenig hilfreich.


    Mit der Stielbekleidung entscheidet sich alles bei dieser Gattung. Am Trockenmaterial war es etwas schwierig das zu bestätigen.

    Am Stielapex findet man praktisch nur lecythiforme Kaulozystiden, aber auch wenige andere Elemente.


    Eigentlich ist das eines der wenigen Samthäubchen, die man auch makroskopisch erkennen kann. Aber die Farben auf dem Foto sind etwas untypisch, zu wenig leuchtend.

    Es ist Conocybe aurea, das Gold-Samthäubchen. Schön, wenn man Gold im Blumentopf züchtet.


    CH-Andy

    Die bilden mehrmals pro Jahr Fruchtkörper solange es ihnen gefällt. Wenn du die Erde schön feucht hältst, kommen vielleicht noch mehr. Das gibt dann prächtige Fotos:


    Viele Grüsse

    Raphael

    Hallo Andy


    Ist doch gar nicht schlecht... hast du dein Mikroskop schon? Die zweite Conocybe würde mich sonst interessieren, in Blumentöpfen findet man oft Raritäten.


    Gruss Raphael

    Hallo Andy


    Da bin ich jetzt auch richtig neidisch... gratuliere zu den vielen Funden! Setz nicht zu viel Hoffnung in die Alpen. Ich war jetzt eine Woche in Melchsee-Frutt und habe alles gesehen vom Fichtenwald bis in die alpine Region. Ausbeute waren ein paar Düngerlinge und ein Risspilz :(


    Aber wer weiss, vielleicht hast du mehr Glück oder kennst bessere Plätze ;)


    Lg, Raphael

    Auch das gehört zur Bestimmung und zum Kennenlernen einer Art, wie die ganz jung aussehen und wie sie vergehen.

    Hallo Uwe


    Genau darum die beiden Regeln. Wenn man nur einen jungen Fruchtkörper hat, kann man genau das nicht beobachten und kommt häufig bei der Bestimmung nicht weiter.


    Natürlich sind das keine eisernen Regeln, gerade grosse Pilze mit markanten Merkmalen kann man ruhig auch mal einzeln mitnehmen. Oder auch bei einer sehr bekannten Art ohne Verwechslungspartner wie hier - aber das weiss man ja erst nachher wenn man Glück hatte und jemanf weiss was es ist.


    Es geht mir vor allem drum die Leute zu motivieren, hier bevorzugt Bilder von schönen Kollektionen zu zeigen, nicht einzelne halb ausgewachsene Fruchtkörper.


    Hallo, seht ihr das wie Franz?
    ich übe indem ich mir nicht bekannte Pilze herausschneide/drehe , untersuche, fotografiere und aussporen lasse. Nur so kann ich lernen.


    wie seht Ihr das?

    Hallo Katrinsche

    Alles gut. Wir konnten doch den Pilz nach deinen Bildern bestimmen. Manchmal hat man nicht mehr und dann muss eben der eine Pilz ausreichen. In diesem Fall hat der Pilz schon viele wichtige Bestimmungsmerkmale ausgebildet.

    Der Hinweis auf einen faserigen Stiel schließt außerdem zusätzlich Täublinge aus.

    Ja, alles gut :)

    Für mich war die Anfrage einfach suboptimal, wie so oft hier im Forum. Mit ein Grund dass ich auf Anfragen nur selten reagiere. Also nur weil ich das mal anspreche, bitte nicht gefrustet sein und bitte nicht aufhören damit. Ihr dürft auch gerne eine andere Meinung zu Einzelexemplaren haben.


    Gruss Raphael

    Hallo,


    ich geb mal meinen Senf dazu:


    Ob ich es wie Franz sehe? Jein. Grundsätzlich gelten beim Sammeln zwei Grundsätze, wenn du etwas lernen willst:

    a) Ein Pilz ist kein Pilz. Wenn du ernsthaft bestimmen willst, brauchst du mindestens zwei Fruchtkörper verschiedenen Alters. Keine Mumien und keine absoluten Babys.

    b) Nie nur ganz junge oder ganz alte Fruchtkörper sammeln (wohl aber verschiedene Altersstufen gemischt)

    Je kleiner und brauner der Pilz, umso wichtiger sind diese beiden Regeln.


    Natürlich gibt es Ausnahmen wo die Bestimmung trotzdem gelingt, aber die Wahrscheinlichkeit ist gross dass du dich mit Vermutungen begnügen musst.

    Das ist dann meist frustrierender, als wenn du den Pilz einfach im Wald lässt. Und lernen wirst du auch nicht viel damit.

    Das meinte wohl Franz - mitnehmen zum Bestimmen ist ok, aber eben nur wenn die beiden Regeln beachtet wurden.


    In diesem konkreten Fall hätte ich den einen jungen Pilz wohl stehen gelassen, bzw. in der Nähe nach mehr Fruchtkörpern Ausschau gehalten.


    Und wenn ich schon bei Tipps bin:

    Foto machen ist gut, aber nicht in der Hand sondern am Boden bzw. dort wo der Pilz wächst. Oder zu Hause auf neutralem Hintergrund (ohne Kunstlicht).

    Wenn du ihn ernsthaft untersuchen willst, möglichst den Stiel nicht berühren. Der sieht unten ganz abgefasst aus und man erkennt den bereiften Stiel dort nicht mehr. Ist in diesem Fall egal, aber bei anderen Arten zerstörst du damit ein wichtiges Merkmal. Am besten den Fruchtkörper mit einem Messer aus dem Boden entfernen und in einer Tupperdose oder Alufolie transportieren, nicht im Pilzkorbgemisch.


    Nebenbei:

    Das sind inzwischen zwei Arten, Rhodocollybia butyracea und Rhodocollybia asema sind genetisch gut voneinander trennbar (Publikation Bendiksen & Dima 2021).

    Hier an einem jungen Einzelfruchtkörper zu entscheiden, welche von beiden das ist, scheint mir recht gewagt. Aber Butterrübling (Rhodocollybia butyracea agg.) ist sonst schon korrekt.


    Gruss Raphael

    Hallo Hubi


    Bist du schon in einem Pilzverein? Ich frage, weil in deinem Profil nichts davon steht.

    Wenn nein, wäre das dringend nötig. Im PV Zürich oder im PV Zug würdest du einige gute Mykologen kennenlernen, die können dir noch viel besser helfen als wir im Forum. Die kleineren Vereine in der Gegend kenne ich leider noch zu wenig, die sind halt vielfach mehr auf Speisepilze konzentriert.


    Viele Grüsse aus dem Wallis

    Raphael

    Hallo Hubi


    Der Begriff "Basalschnalle" war schon richtig (weil diese Schnallen an der Basidien-Basis sind). In dem Link von Andy ist einfach ein Bild, wo man sie sehr gut sieht.


    Auf dem ersten Basidienbild bin ich nicht sicher, aber die drei anderen zeigen Schnallen. :thumbup:

    Beim zweiten sieht man dass die Basidie unten irgendwie schräg ist, mit einem Winkel in der Mitte.

    Selbst wenn die Schnallen bei reifen Basidien abfallen, erkennt man an solchen Basidien dass es Schnallen geben muss.


    Das Bild von der Hyphe ist zu undeutlich, kann eine Schnalle sein, ist mir aber eigentlich zu gross dafür.

    Von welchem Fruchtkörperteil war das? Bei E. hirtipes dürfte es schwierig sein, an Hut und Stiel welche zu finden.

    Da suchst du dir lieber ein anderes "Opfer" zum Üben.


    Und das HDS-Bild: Ist noch zu undeutlich weil zu viele Zellschichten übereinander sind.

    E. hirtipes hat nur in der Subkutis intrazelluläres Pigment, in der obersten Schicht nicht.

    Um das nachzuweisen, halbierst du am besten einen Hut und machst einen senkrechten, möglichst feinen Schnitt mit einer frischen Rasierklinge nach der Hutmitte.

    Dann vorsichtig quetschen, und wieder mit 400x mikroskopieren damit du ggf. schrittweise noch mehr quetschen kannst.

    Das intrazelluläre Pigment muss man nicht lange suchen, einfach vorzugsweise am Rand vom Präparat schauen wo die Zellen weniger übereinander liegen.

    Intrazelluläres Pigment sieht man bei schwacher Vergrösserung (100x oder 400x) besser als mit Immersion.


    Gruss Raphael

    Hallo Hubi


    Ich schliesse mich Andy an, wenn das deine ersten Versuche sind, dann Respekt. Wirklich gute Arbeit.


    Ich denke deine Bestimmung ist richtig. Ein Rötling mit diesem Habitus und Geruch im Frühling ist fast immer hirtipes.

    Die seltenen Alternativen kommen aufgrund der Mikromerkmale nicht in Frage.


    Zwei Tipps von mir:


    HDS:

    Das inkrustierte Pigment sieht man sehr gut auf deinen Bildern. Das andere kann gut intrazelluläres Pigment sein, E. hirtipes hat beides.

    Ich mikroskopiere die HDS von Rötlingen immer in 3% KOH, wenn es um die Pigmentierung geht.


    Hier das intrazelluläre Pigment in KOH:


    Schnallen:

    Das ist bei Rötlingen immer schwierig. Am einfachsten findest du sie an den Stielhyphen, weil es da recht einfach ist eine dünne Schicht von der Oberfläche zu entnehmen.

    Aber es gibt Arten, die z.B. nur an den Basidien Schnallen haben, sonst nicht. Oder umgekehrt. Das würde ich aber erst gezielt checken, wenn es bei der Bestimmung drauf ankommt.

    E. hirtipes sollte an den Basidien welche haben, sonst nur selten.

    Auf deinen Bildern sehe noch keine Schnalle. Um sie zu finden, gehst du am besten so vor:

    - Einen möglichst jungen Fruchtkörper wählen

    - Ein nicht zu kleines Lamellenfragment nehmen und auf dem Objektträger gründlich zerkleinern (nicht quetschen). Das geht mit zwei Nadeln oder einer Pinzette ganz gut.

    - In Kongorot einfärben. Präparat nur so weit quetschen, dass es möglich wenig Luftblasen hat.

    - Am Anfang mit 400x oder 600x suchen, nicht gleich mit 1000x.

    - Nach unreifen Basidien (Basidiolen, meist keulenförmig) suchen, die möglichst frei herumschwimmen. Wenn du keine findest, vorsichtig schrittweise etwas mehr quetschen.

    Dann müsstest du mit etwas Geduld Schnallen an der Basidiolenbasis finden. Das ist Übungssache.

    Hauptproblem: Wenn man trotz aller Mühe keine findet, ist das kein Beweis dass es keine gibt.


    So irgendwie könnte das dann aussehen (Schnalle von E. hirtipes):


    Gruss Raphael

    Hallo zusammen


    Ich würde die Finger davon lassen, sonst kauft ihr euch in 2-3 Jahren nochmal ein besseres. Für den doppelten Preis bekommt ihr ein deutlich besseres Mikroskop mit Fototubus.


    Gruss Raphael

    Hallo Jens,


    Ich habe für den Zweck Winterwanderschuhe, die erfüllen eine angemessene (aber nicht unbegrenzte) Wasserdichtigkeit, wann man sie regelmässig imprägniert.

    Zudem sind sie gerade bei kühlen Herbstausflügen auch wärmer als normale Wanderschuhe.

    Eine bestimmte Marke kann ich nicht empfehlen, hängt von deinen Füssen ab, muss aber zugeben dass ich auch welche von L... habe.


    Gruss Raphael

    Hallo Wolfgang


    Das ist fast sicher der Kegelige Saftling (Hygrocybe conica s.l.), mit Abstand der häufigste Saftling auf Bergwiesen.


    Gruss Raphael

    Hallo Franz


    Ich sehe einen kleinen, braunen Pilz. Ohne Bilder und Messungen von Sporen und Zystiden wird das nichts.

    Tubaria kann gut sein, aber alles weitere ist Spekulation. Die Jahreszeit legt T. furfuracea (= hiemalis) nahe, schliesst aber andere Arten nicht aus.


    Gruss Raphael

    Hallo Codo


    Die Lamellenschneide hat wohl wirklich keine Zystiden. Diese müssten sich in der Form deutlich von den Basidiolen unterscheiden, was hier nicht der Fall ist.


    Das mit den Schnallen ist schwierig, vor allem auf Fotos. So offensichtlich sehe ich jetzt keine, nur das hier könnte vielleicht eine sein:


    Ist aber eigentlich nicht mehr so entscheidend.

    Keine Zystiden, Lamellentrama passt auch zu E. sericeum. Ich sehe nichts was dagegen spricht.


    Gruss Raphael

    Bilder

    • Schnalle.png

    Hallo Rigo


    Also auf das erste ist ein prächtiges Bild von einer Basidiole mit Schnalle. Dieser Buckel rechts. So gut sieht man das selten.


    Auf dem HDS-Bild sieht man feine Inkrustationen, das passt auch.


    Also ich denke es stimmt alles für E. hirtipes :thumbup:


    Gruss Raphael

    Hallo Rigo


    E. hirtipes ist hier gut möglich. Allerdings scheint er Frost abbekommen zu haben, deshalb bleibt es wohl bei einer Vermutung.

    Ist eher eine Frühlings-Art, kann aber nach Literatur auch im Herbst vorkommen.

    Der sollte so einen komischen gurkig-tranigen Geruch haben. Hast du den bemerkt?


    Was du noch machen könntest:


    a) Weiter nach Schnallen an den Basidiolen suchen :)

    Hier eine Schnalle von einer hirtipes-Kollektion im Frühjahr.


    b) Pigmentuntersuchung in der HDS ist bei Rötlingen Pflicht.

    Am besten in KOH, da müsstest du bei E. hirtipes an einigen (nicht allen) Hyphen solche Strukturen finden:


    Deine Zystidenbilder passen sehr gut, hier zum Vergleich:


    Gruss Raphael

    Hallo Codo


    Na das ist doch schon mal was. Einige Merkmale kann man auf den Mikrobildern erkennen:

    - Pigment stark inkrustierend, wie Rigo bereits festgestellt hat

    - Einige viersporige Basidien sieht man

    - Die Bilder der HDS und des Stiels zeigen keine offensichtlichen Schnallen (was aber nicht zwingend bedeutet dass es keine gibt).


    Andere Sachen fehlen aber noch:

    Bei der Lamellenschneide bin ich mir nicht sicher, ob diese rundlich-keuligen Zellen Zystiden oder Basidiolen sind.

    Solche Strukturen bei Rötlingen am besten in Kongorot mikroskopieren (wenn du welches hast).


    Hier ein Beispiel für eine heterogene Lamellenschneide (Basidien und Cheilozystiden gemischt). [E. magnaltitudinis]


    Die Schnallensuche an den Basidiolen ist dir wohl auch nicht gegückt (dafür kannst du nichts, das ist wirklich eine sehr mühsame Arbeit).

    Um das sicher zu entscheiden, bräuchtest du ein Präparat das irgendwie so aussieht:

    Hier mit Schnalle (nur an der Basidiole, bei der fast reifen Basidie sieht man nichts mehr) [E. bipelle]


    Hier ohne Schnallen [E. spec. unbestimmt]


    Lamellentrama: Habe ich vergessen zu erwähnen, da sollte man auch die Zellen grob messen.

    Es gibt Rötlinge mit kurzen, dicken Hyphen im Lamellentrama und solche mit langen, schlanken Hyphen, so wie hier:


    Lamellentrama von E. sericeum mit Schnalle


    Nach allem was ich bisher gesehen habe, scheint mir aber eigentlich dein ursprünglicher Vorschlag sehr passend.

    Für E. sericeum sprechen neben der Makroskopie die Sporen, die inkrustierte HDS und die (vermutlich) fehlenden Cheilozystiden.

    Die Schnallen sind tückisch bei der Art. In der HDS und am Stiel, wo man sie gut finden würde, gibt es fast keine.

    Aber im Lamellentrama und an den Basidiolen müsstest du mit etwas Geduld welche finden.

    Last but not least: Die Art ist sehr häufig, ähnliche Arten die noch in Frage kommen sind sehr selten und kaum bekannt.


    Hier zum Vergleich:


    Entoloma sericeum


    Sporen fast isodiametrisch und etwas abgerundeten Ecken


    HDS inkrustiert (schlechtes Bild)


    Ich würde deine Kollektion mit gutem Gewissen als E. sericeum ablegen. Eine kleine Restunsicherheit ist bei Rötlingen kaum zu vermeiden.


    Gruss Raphael

    Raphael, was wäre denn geeignete Rötlings-Spezialliteratur?

    Hallo Sabine


    Das umfassendste Werk sind sicher die beiden Bände von Noordeloos (Fungi europaei 5/5a).

    Der zweite Band enthält einen recht guten Schlüssel. Andere umfangreiche Schlüssel gibt es im Gröger und der Funga Nordica.

    Der Schlüssel bei Gröger passt mir persönlich am besten, aber es ist halt nur ein Schlüssel, ohne ergänzende Nachschlagewerke kommt man da nicht zurecht.

    Bei Ludwig sind viele Arten abgebildet, aber ohne Schlüssel, nur damit ist es schwierig zu bestimmen wenn man noch keinen konkreten Kandidaten im Auge hat.


    Und dann gibt es noch zu vielen Rötlingsgruppen Fachartikel, die man mühsam zusammensuchen muss.


    Gruss Raphael

    Hallo Codo


    Zu braunen, hygrophanen Rötlingen sage ich nichts ohne Anwalt.

    Das Mikroskopieren von Rötlingen ist viel Arbeit. Ich kann ja mal zusammenfassen was mir gerade einfällt.


    Sporen:

    Ist ja schon gemacht, ausmessen und Koeffizient rechnen. Hier ist der Koeffizient plus/minus 1 (isodiametrisch).

    Sporenform und Anzahl Ecken. Es gibt auch wenige Arten mit eher höckerig-buckligen, kreuz- oder sternförmigen oder kubischen Sporen.


    Cheilozystiden (Lamellenschneide):

    Erstmal schauen ob es welche gibt (gründlich suchen). Wenn es welche gibt, Form dokumentieren (Fotos) und ausmessen.


    Basidien:

    Wieviele Sterigmen? Meistens sind es 4, wenn es mehrheitlich nur 2 sind ist es viel einfacher, da kommen nur wenige Arten in Frage.


    Lamellentrama:

    Braucht man oft nicht, wenn doch sollte man einen Lamellenschnitt machen. Form und Abmessungen der Zellen sind wichtig.

    Man kann da auch ganz gut nach Schnallen suchen.


    Schnallen:

    Überall im Fruchtkörper muss man nach Schnallen suchen. Das ist der schwierigste Teil.

    Sehr wichtig ist die Basidienbasis. Am ehesten findet man Schnallen an eher jungen Fruchtkörpern und unreifen Basidien (Basidiolen).

    Präpariertechnik: ein kleines Lamellenfragment auf dem Objektträger mit zwei Nadeln oder einer Pinzette zerkleinern. Dann nur wenig quetschen.

    Für die Schnallensuche muss man oft viel Geduld haben. Wenn es welche gibt ist der Fall klar.

    Aber wenn man keine findet ist man oft gezwungen sehr lange zu suchen, weil längst nicht jede Basidiole Schnallen hat.

    Im Zweifel also erstmal im Schlüssel schauen, ob das Merkmal für die Bestimmung entscheidend ist.

    In der HDS und an den Stielhyphen muss man dann auch noch Schnallen suchen. da ist es aber meistens einfacher.

    Und es gibt Arten, wo nicht alle Fruchtkörper-Teile Schnallen tragen.


    HDS:

    Pigment untersuchen (in KOH oder Wasser). Meistens stehen intrazellulär oder inkrustiert zur Wahl.

    Struktur der HDS. Liegende Hyphen? Trichodermal, also aufsteigende, dicke Endzellen? Usw.

    Die Struktur kann auch in der Hutmitte anders sein als am Rand.

    Für die Untersuchung muss man einen senkrechten, feinen Schnitt machen, Übungssache.


    In Einzelfällen gibt es noch weitere Merkmale, die man aber nicht unbedingt vorsorglich prüfen muss.

    Fazit: Auch mit Mikroskop sehr schwierig, aber sehr gute Übungsgattung.


    Und: Man braucht gute Spezialliteratur, mit den allgemeinen Standard-Floren kann man viele Arten nicht sicher bestimmen.


    So, es ist spät, ich habe sicher etwas vergessen. Bitte nach Belieben ergänzen/korrigieren.


    Gruss Raphael