Eine Parmelia-Art?

Hallo Bernd,

die Deckgläschen sind klein und sehr dünn, das muss so sein!

Die Proben, die man unter dem Mikroskop begutachtet sind normalerweise auch winzig , z.B. 1mm² gequetscht.

Sie müssen so dünn sein, da das Objektiv sonst zu weit von der Probe entfernt wäre und nicht scharf abbilden könnte.

Der geringe Abstand wird gewählt, da dann die Vergrößerung höher wird.

Um eine möglichst hohe numerische Apertur beim 100x Objektiv zu bekommen, wird eine Flüssigkeit mit hoher Brechzahl (Öl) in den Spalt eingebracht.

Allerdings ändert sich damit auch die optische Weglänge und der Arbeitsabstand muss daraufhin angepasst werden, was bedeutet, dass du mit dem 100er nur mit Öl arbeiten kannst.

Deshalb kannst du deinen Objektträger nicht umdrehen, um die andere Seite deiner Proeb anzusehen, da der Objektträger viel dicker als das Deckglas ist.

Weil das Deckglas so dünn ist, immer nur sehr sanft drücken - trotzdem werden dir die Gläschen reihenweise kaputtgehen.

Ich kann die Deckgläschen im Mittel etwa 2-5x verwenden, ehe sie zerbrechen und ich sie entsorge.

Viele zerbrechen direkt beim Drücken, manche erst beim Abspülen oder Abtrocknen.

Die Flechte, die du untersucht hast, halte ich auch für F. caperata, wenngleich Sorale bei deinem Exemplar kaum vorhanden sind.

Denn der Thallus ist ohne jegliche Pseudocyphellen auf der Oberfläche (Flavopunctelia scheidet aus), und die Reaktion auf P im Mark ist orange und nicht rot (F. soredians scheidet aus)!

Bildausschnitt Mark P+ orange

Das Mikroskop brauchst du für die Bestimmung von F. caperata eigentlich nicht.

Sporen: Deine Flechte ist typisch für F. caperata steril, dass heißt, sie hat keine Fruchtkörper (Apothecien, Perithecien, o.ä.) ausgebildet.

Die Flechtenart vermehrt sich meist asexuell über Soredien oder villeicht auch über Thallusbruchstücke.

Ich habe noch keine Caperatsflechte mit Apothecien gesehen, sie sollen nur selten vorkommen.

Da diese Flechte keine Fruchtkörper und auch keine Pyknidien (Orte zur asexuellen Produktion von meist winzigen Pyknosporen/Konidien) ausgebildet hat, wird du keine Sporen dieser Flechte finden können.

Um Sporen zu betrachten, brauchst du eine Flechte mit Fruchtkörpern!

Ich wette, direkt vor dem Haus findest du X.parietina in großer Zahl.

Bild A1 Xanthoria parietina mit vielen Fruchtkörpern (Apothecien)

Diese Flechtenart ist meist voller großer Apothecien, damit übt es sich leichter!

Folgende Aufgabe und Übung habe ich für dich:

Hol dir eine Gelbe Wandflechte!

[Ich mach das hier mit der mikroskopisch ähnlichen Flechte P. polycarpa vor - die Apothecien meiner Probe sind allerdings erheblich kleiner]

Trenne zuhause dem Skalpell oder der Rasierklinge ein möglichst großes, und schön gelbes Apothecium vom Thallus ab, oder zwicke eines mit einer feinen Pinzette ab.

Dann lege es kopfüber auf des Ende eines Objektträgers - kopfüber liegt es stabiler.

In die Mitte des Trägers setze einen kleinen Leitungswassertropfen.

Bild P1 Objektträger mit Apothecium (links) und Wassertröpfchen

Als nächstes machst du einen Dünnschnitt!

Bringe den Träger mit deiner Probe hierfür unter die Lupe, damit du siehst, was du machst!

Variante A) Nimm zwei Rasierklingen, lege sie bündig aneinander, bringe die Klingen auf gleiche Höhe und drücke sie von oben durch die Probe.

Halte dabei die doppelte Klinge an beiden Enden fest, damit sie nicht verrutschen und gleichzeitig durch die Probe fahren.

Mit nur wenig Glück findest du zwischen den Klingen einen Dünnschnitt - nicht sehr dünn aber meist brauchbar und mit wenig Aufwand gewonnen.

Öffne die Doppelklinge über dem Wassertröpfen und lasse die Probe hineinfallen.

Manchmal braucht es etwas Nachhilfe mit der Probennadel.

Variante B) Halte es z.B. mit dem Fingernagel fest und schneide unter deiner Lupe (!) am Fingernagel entlang durch den Fruchtkörper möglichst dünne Streifen ab, so dünn wie irgend möglich!

Schneide mehrere Streifen ab, denn die Streifen werden immer zu dick sein, so kannst du den dünnsten aussuchen.

Wähle den allerdünnsten Probenstreifen mit einer (Präparier)nadel aus und transferiere ihn in das Wassertöpfchen.

Ich bin faul und ungeschickt, bevorzuge also Variante A, so auch hier:

Bild P2 Lupenbild: Doppelte Rasierklingen angesetzt an Apothecium.

Jetzt sanft drücken, bis die Probe durchtrennt ist und sich die beiden überstehenden Teile von den Rasierklingen trennen.

Bild P3 Rasierklingen werden über Wassertropfen auseinander gezogen, der Dünnschnitt liegt frei.

Eigentlich ist er noch viel zu dick...

Noch ein Stupser mit der Präpariernadel und die Probe fällt ins Wasser.

Bild P4 Kontrolle unter der Lupe (20x): Man erkennt den Stiel (mit Algen) und auch die weißliche Fruchtschicht (Hymenium) der Probe.

Deckglas drauf!

Bild P5 Objetträger mit abgedeckter Probe, Schnipselreste links; das Wasser sammelt sich rechts am Deckglasrand

Bild P6 Ungequetschte Probe in Leitungswasser unter Mikroskop. Okular 10x / Objektiv 4x

Das Deckglas liegt schräg, das Wasser ist an die Stelle mit dem dünnsten Spalt abgeflossen, ein dünner Wasserfilm umhüllt die Probe.

Man erkennt das gelbe Epihymenium, das weiße Hymenium, die grüne Algenschicht darunter.

Mit dem 10x-Objektiv erkennt man schon viel mehr als unter der Lupe, einzelne Algenzellen werden deutlich erkennbar:

Bild P7 Ungequetschte Probe in Leitungswasser unter Mikroskop Okular 10x / Objektiv 10x

Erkennbar: Gelbes Epihymenium, weißes Hymenium (Schläuche und Paraphysen) und darunter, wenn man es weiß, das ebenfalls weiße Hyphothecium (sterile Hyphen), dann eine dicke, tief grüne Algenschicht, darunter weißes, lockeres Hyphengeflecht (Mark), darunter wieder grüne Algen, dann eine weiße unterste Schicht (Rinde/Cortex).

Das nächste Objektiv (40x) löst bereits einzelne Zellen auf und du erkennst den Feinaufbau dieses Fruchtkörpers - noch immer ohne Öl und Hilfsmittel:

Bild P8 Ungequetschte Probe in Leitungswasser unter Mikroskop Okular 10x / Objektiv 40x

Wenn man mehr sehen will, muss man zum 100er wechseln und Öl aufbringen.

Aber zuvor die Probe möglichst dünn quetschen!

Also Träger entnehmen, auf feste Unterlage legen und z.B. mit einem Radiergummi platt drücken:

Bild P9 Quetschphase

Falls Wasser austritt, absaugen; falls Luft unter dem Deckglas zurückbleibt, seitlich neben Deckglas Wassertröpfchen abbieten, es folgt dem Kapillareffekt unter das Deckglas.

GGf. nachquetschen; Probe soll dünn-dünn-dünn werden!!!

(Falls deine Öltropfflasche groß ist, musst du schon jetzt Öl aufbringen und später das 40er aussparen! Mein Ölfläschschen ist winzig, ich tropfe später...)

Dann bring deinen Dünnschnitt unter das Mikroskop und prüfe dein Werk.

Bild P10 Gequetsche Probe in Leitungswasser, leider mit Blasen / Okular 10x / Objektiv 4x - die gleiche Probe wie in Bild P6 und genau so orientiert wie in P6 (Hymenium oben)!

Bild P11 Okular 10x / Objektiv 10x: Das Hymenium ist in kleine fächerförmige Zell-Büschel zerfallen; Mark und Algenschicht bleiben dichter zusammen

Bild P12 Okular 10x / Objektiv 40x: Überprüfe, ob die Strukturen dünn gepresst sind und gut erkennbar.

Ich bin zufrieden und bringe ein klein wenig Öl auf:

Bild P13 Öl tröpfeln

Ab jetzt aufpassen und nicht mehr das 40er Objektiv über die Probe schwenken, da es sonst mit Öl versaut wird!

Das 100er ein paar mal über den Einrastpunkt in- und herbewegen, damit sich das Öl schön über die Linse verteilt.

Du kannst noch immer im 4er und 10er interessante Stellen suchen, und zurück über das 4er zum 100er wechseln!

Da ich die Probe nicht bewegt haber finde ich meine Stelle gleich wieder, ich drehe nur noch das Handy über dem Okular und zoome ev. mit dem Handy ein wenig nach:

Bild P14 Okular 10x / Objektiv 100x (Ölimmersion): Hymenium in Leitungswasser: Sporengefüllte Schläuche mit unreifen Sporen, dazwischen dünne sterile Hyphen (Paraphysen), die oben bei dieser Flechtenart mit dickeren Köpfchen enden und mit gelben Kristallen belegt sind.

Glückwunsch, wenn du gleich im ersten Versuch so weit gekommen bist!

Jetzt kannst du sehr vieles entdecken:

Bild P15 Algenzellen - der Partner des Pilzes in der Flechte - hier coccoide Grünalgen (hier Trebouxia)

Wichtig sind immer freie Sporen, also Sporen die nicht frei im Wasser schwimmen.

Nur diese Sporen lassen sich gut vermessen.

Die Sporenmaße sind meistens wichtig für die Artbestimmung (Dafür braucht man allerdings ein Messokular).

Bild P16 Freie, reife Spore der Flechte (am Handy etwas nachvergrößert); hier typisch bipolar 2-zellig, mit einer feinen Verbindungslinie zwischen den Zellen, dadurch ein wenig an eine Sanduhr erinnernd

Bild P17 Unreife Spore (am Handy etwas nachvergrößert); die Zellen sind noch nicht vollständig getrennt und enthalten kleine Tröpfchen oder andere Strukturen

Wenn du dich dann satt gesehen hast:

Nimm den Träger aus dem Mikroskop und gib mal ein wenig Lugol direkt neben (!) das Deckglas und lasse es unter das Deckglas ziehen (mit einem Zellstoff auf der anderen Seite absaugen) und schau, was passiert.

Gib immer Acht, dass keine Chemikalien an die Objektive gelangen!

Falls Chemikalien AUF das Deckglas gelangen, könnte dein Objektiv beschädigt werden.

HGier haben sie nichts zu suchen!

Im diesem Fall sauge die Chemikalien vom Deckglas mit Zellstoff restlos auf, ehe du weitermachst!

Oder ziehe KOH unter dem Deckglas durch und schau was mit dieser Flechte passiert!

Erinnere dich dabei an die Tüpfetests!

Wiederhole das ein paarmal, damit du Übung bekommst.

Du kannst natürlich auch den Aufbau des Thallus als Dünnschnitt betrachten.

Fange mit Blattflechten an, einfach weil sie größer sind und leichter zu bestimmen.

Viel Spaß mit dem neuen Mikroskop!

LG, Martin

Ach ja,

versuche lieber nicht einen Thallus von F. caperata unter dem Deckglas zu zerquetschen!

Das wird nix, weil viel zu viel und zu festes Material!

Fange bei den Flechten vorerst immer mit einem Dünnschnitt an, den du dann zusätzlich zerquetscht!

LG, Martin

Hallo Bernd,

tja, K+ purpurrot deutet sehr, sehr stark in Rivhtung Caloplaca. Übrigens bevorzugen die meisten gesteinbewohnenden Caloplacen basisches Gestein. Passt ja auch.

Das Bild 3 sieht schon auch nach C. citrina/flavocitrina aus.

In Bild 4a-c sehr ich (etwas) unscharf Algenzellen.

Auf Bild 4b vermute ich ein gewünschtes Hymenium zu sehen, aber das ist kaum zu erkennen.

Ich frage mich, weshalb deine Fotos so unscharf sind. Ist das Mikroskopbild, wenn du durch die Okulare blickst, ebenso unscharf? Oder siehst du dort ein scharfes Bild? Dann läge es an deiner Kamera. Hat deine Kamera ev. eine feste Brennweite ohne Autofokus, und du blickst ohne Brille ins Mikroskop? Dann sieht die Kamera halt so unscharf, wie du ohne Brille. Hast du eine Handyhalterung? Dann könntest du mal damit Fotos durch das Okular machen. Das Handy hat normalerweise immer Autofokus.

Ich schaffe es regelmäßig bei schwacher Vergrößerung mit dem Handy unscharfe Übersichtsbilder aufzunehmen, wenn ich ohne zu kontrollieren einfach Fotos aufnehme. Besser ist es immer, auf dem Handydisplay scharf zu stellen, ehe man den Auslöser betätigt.

Das bekommst du bestimmt bald besser hin.

LG, Martin

Edit: Kann es vielleicht sein, dass du beim fotografieren an der Kamera digital stark nachvergrößerst? Das würde die Unscharfe erklären! Mit welcher Vergrößerung am Mikroskop sind denn die Fotos 4 aufgenommen? Wie stark hast du digital vergrößert? Durch Digitalzoom werden die Aufnahmen nur größer, ohne mehr Details zu enthalten und wirken schwammig-unscharf.

Ich kann gar nicht fassen, das du keine Gelbflechte findest???

Die wachsen doch an jeden zweiten Baum, also hier zumindest.

So kannst natürlich jede andere Flechte nehmen, die Apothecien hat, eigentlich egal.

Ich habe nur die X. parietina vorgeschlagen, weil es die meiner irrigen Meinung nach überall in Deutschland in größerer Menge und leicht erreichbar geben sollte.

Schöner sind vielleicht am Anfang Apothecien von Physcien, wegen der großen, dunklen, 2-zelligen Sporen. Die Flechten sind aber unscheinbar, die Fruchtkörper deutlich kleiner und zudem wesentlich seltener zu finden.

LG, Martin

Hallo Bernd,

das Equipment sieht schon gut aus und sollte auch scharfe Fotos liefern können - was es vermutlich auch tut.

Ich lese aber, die Fotos 4abc mit dem Quetschpräparat des Apotheciums der gelben Caloplaca sei mit 4x Objektiv und 10x Okular, also 40x Vergrößerung aufgenommen - da stutze ich doch etwas.

Dem Bereich nach, den das Hymenium im Bild einnimmt, wäre 400x Vergrößerung nötig gewesen. Wenn du das Bild tatsächlich so aufgenommen hast, verstehe ich das Problem.

40x ist die niedrigste Vergrößerung, die das Mikroskop kann und entspricht etwas dem Foto P6 von mir oben in Bezug auf die Vergrößerung. Ein typisches Hymenium mit sagen wir 100um Dicke ist in dieser Vergrößerung nur eine relativ dünne Struktur (vgl. Bild P6, wobei das Bild an meinem Hany auch schon um einen Faktor 3 nachvergrößert wurde, um formatfüllend zu sein).

Um das Hymenium so groß in Bild dargestellt zu bekommen, müssen Teilausschnitte sehr stark nachvergrößert werden. Dabei leidet die Bildqualität sehr, da diese Art der Vergrößerung das Bild nur größer macht, ohne dabei mehr Details zu zeigen.

Um mehr Strukturen, also mehr Details zu sehen, musst du weiter optisch vergrößern, durch die Benutzung der stärker vergrößernden Objektive! Du hast ja 3 weitere, stärker vergrößernde Objektive 10x, 40x, 100x. Dann sollte auch die Bildqualität besser werden.

LG, Martin

Hallo Bernd,

könnte meine Vermutung zutreffen, dass du aus den Fotos Ausschnitte nachvergrößert darstellst?

Beispiel kleiner Ausschnitt aus Bild P11:

Bildausschnitt aus P11 (10x Okular), deshalb hier größer dargestellt und unscharf, ohne Strukturen; erinnert etwas an dein Bild 4b oben

Bild P12 nochmal, vollständiges Bild - viel schärfer, da richtig, heißt optisch, mit Mikroskop vergrößert (nächst stärkeres Okular 40x), mit mehr Strukturen und Details

LG, Martin

Hallo Bernd,

naja - das funktioniert nur bedingt, nämlich solange das dargestellte Digitalbild auf dem Bildschirm (z.B. als Vollbild, d.h. den gesamten Bildschirm einnehmend) verkleinert dargestellt wird.

Viele Kameras haben mehr Bildpunkte, als der Bildschirm. Deshalb wird ein Foto u.U. verkleinert dargestellt.

Das kennst du natürlich auch hier aus dem Forum:

1) kleines Vorschaubild (Thumbnail, Icon, was immer) in Text eingebunden - man kann nicht die Details sehen, weil das Bild umgerechent wurde, verkleinert wurde und die Details dabei geopfert wurden, um Platz zu sparen (sowohl auf dem Bildschirm, als auch auf der Festplatte). Denn man will in diesem Fall gar keine Details zeigen, weil man Platz sparen will.

Das entspricht einer geringen Vergrößerung.

2) Wenn du das Bildchen anklickst, wird das Originalbild gezeigt, aber verkleinert, damit es auf den Bildschirm passt - man sieht nicht alle Details, wenn das Originalbild mehr Pixel hat als der Bildschirm.

Das ist heute normal.

3) Nochmal anklicken und das Originalbild wird in Originalgröße (1 Bildpixel pro Bildschirmpixel) gezeigt.

Erst jetzt sieht man alle Details, muss aber das Bild über den Bildschirm verschieben, um nacheinander alles sehen zu können

Ein Mikroskop arbeitet analog, nicht digital, es gibt keine Pixel!

Die kleinste auflösbare Struktur entspricht unter idealen Bedingungen in etwa der Wellenlänge des Lichtes, also grob 0,5 µm!

Wenn du einen Ausschnitt eines Digitalbildes "vergrößerst" zeigst du nur die Pixel größer, ohne jeden Informationsgewinn.

Hier nochmal das Beispiel des Quetschpräparates von oben in einem Bild.

Einmal ein Auschnitt "großgezogen" (blaue Pfeile) gegen ein am Mikroskop mit optischer Abbildung oberhalb der Auflösungsgrenze vergrößertes Objekt (grüner Pfeil).

Im ersten Fall ist die Vergrößerung ohne Mehrinformation, weil die Unschärfe mitvergrößert wird, die Pixel des Bildes werden vergrößert dargestellt, kein Informationsgewinn, keine Mehrdetails.

Im zweiten Fall, bei optischer Vergrößerung - genau dafür ist das Mikroskop ja da, oder ein Fernglas etc. - gewinnst du zusätzliche Bildinformation durch scharfe Datails aus einem kleinerem Objektbereich!!

Auch hier gilt, das digitale Vorschaubilchen anklicken und Origianlversion wählen, um die volle Auflösung (Vergrößerung mit echten Details) zu sehen.

Aber man erkennt das bereits in der Bildvorschau:

Ich weiß nicht, ob die Erklärung hilft.

Ich hoffe aber, der Unterschied ist etwas klarer geworden.

LG, Martin